دانلود کنید http://www.4shared.com/document/5wRmNFNR/genetics.html
  

نمونه سوال دانلود کنید       http://www.4shared.com/document/lCO-rPhg/genetics1__.html

روش لينپه (Linpe method) چيست؟

روش لينپه القا تخمك گذاري (اوولاسيون) ماهيان پرورشي از طريق تركيبي از يك مشابه هورمون آزاد كننده گنادوتروپين (مانند GnRHa) و داروي ضد دوپامين (مانند دومپريدون) مي باشد. هورمون سبب تحريك اندام هاي جنسي و داروي ضد دوپامين مانع عمل دوپامين (ماده ايي كه از هيپوتالاموس ماهي ترشح و مانع اوولاسيون مي شود) مي گردد.

هورمون در آبزی پروری ماهیان باله دار

ادوارد ام. دُنالدسُن

مشاور آبزی پروری و شیلات ونکوور غربی، کانادا

مترجم: سید مرتضی ابراهیم زاده

.........................................................................................................................................

رئوس مطالب

- مقدمه

- رسیدگی نهایی، تخمک گذاری(اوولاسیون) و اسپرمیشن

- هورمون های آزاد کننده ی گنادوتروپین مشابه ( GnRH_a و LHRH_a) در تخم ریزی القایی

- روش های اجرا

- ضد دوپامین

- ممانعت کننده های ضد استروژن و آروماتاز

- کنترل تمایز جنسی

- متغیرهای اساسی در کنترل تمایز جنسی

       - انتخاب آندروژن یا استروژن

       - نکات بهداشتی و محیطی

- رشد

- بکارگیری هورمون رشد برون زا

- تکامل ماهی با افزایش هورمون رشد درون زا

- جمع بندی

- کتاب شناسی

............................................................................................................................................

مقدمه

واژه ی هورمون مشتق شده از یک لغت یونانی به معنی " به هیجان آوردن یا تنظیم جهش" می باشد. هورمون ها ترکیبات آلی می باشند که بوسیله ی غدد درون ریز سنتز شده و نوعا در خون به بافت ها یا اندام های دیگر فرستاده شده و در آنجا با گیرنده های هورمون برای تغییر کنش سلول، اثر متقابل دارند. کنش های کلیدی از قبیل رشد، تولیدمثل، تنظیم فشار اسمزی، متابولیسم و پاسخ استرس بوسیله هورمون ها تنظیم می شود. برخی از هورمون ها در فرآیندهای هموستازی از قبیل هماهنگی در فرآیند گامتوژنز، دخیل می باشند. بسیاری از هورمون ها بوسیله ی سیستم اعصاب مرکزی(CNG) کنترل می شوند.هیپوتالاموس هورمون های آزاد کننده و عوامل ممانعت کننده را که در کنش متقابل با هیپوفیز می باشند،تولید نموده و سبب تنظیم تولید و رهاسازی هورمون های انفرادی هیپوفیز می شوند. این هورمون های هیپوفیز در برگشت به اندام های درون ریز هدف، سبب تنظیم سنتز هورمون هایی می شوند که در این اندام ها تولید می شوند.برای اطلاع از مطالعه های اولیه در زمینه ی هورمون های ماهی به رساله ی Pickford و Atz(1)مراجعه کنید.

ساختار پپتیدی و پروتئینی هورمون هایی از قبیل آنهایی که در هیپوتالاموس و هیپوفیز تولید می شوند، از زمانهای دور شناخته شده است. بسیاری از هورمون های ماهی، از این نوع، از لحاظ زیستی فعال می باشند ولی در پستانداران اینگونه نیست. به عبارت دیگر، هورمون های پپتیدی و پروتئینی پستانداران اغلب در ماهیان فعال هستند، اگرچه لزوما هورمون های طبیعی ماهی اینگونه فعال نیستند.بنابراین، هورمون استرس ،کورتیزول و استروژن،17 استرادیول، در ماهی و بسیاری از پستانداران وجود دارد در حالیکه آندروژن ویژه ی جنس نر در بسیاری از ماهیها 11-کیتوتستوسترون می باشد تا تستوسترون. اساسا استروئیدهای مسوول رسیدگی نهایی ماهیها، 17-20-دی هیدروکسی- 4- پریگنن-3-وان یا 17-20-21-تری هیدروکسی-4-پریگنن-3- وان می باشند(2). 

تا به امروز از هورمون های شناخته شده موجود در ماهیان باله دار، تعداد نسبتا کمی در آبزی پروری مورد استفاده قرار گرفته اند.اگرچه، آنهایی که مورد بهره برداری قرار گرفته اند نقش تعیین کننده ایی در سیستم های تولیدی آبزی پروری داشته اند و در یک چارچوب تنظیمی مناسب  و در یک اسلوب ایمن و قابل تحمل، افزایش استفاده از آنها، دور از انتظار نیست. ما در این مقاله توجه خود را بر روی آن دسته از هورمون هایی که اخیرا برای تنظیم تولیدمثل و تمایز جنسی در ابزی پروری مورد استفاده قرار گرفته اند و هورمون هایی که ممکن است در آینده برای تنظیم رشد از آنها استفاده گردد، متمرکز نموده ایم.

 رسیدگی نهایی، تخمک گذاری(اوولاسیون) و اسپرمیشن

در ابتدا و تا به امروز، شاید اصلی ترین کاربرد هورمون ها در آبزی پروری، القاء رسیدگی جنسی ماهیان باله دار، در شرایط اسارت بوده است. استفاده ی هورمون در این زمینه دارای  چندین هدف است؛ از قبیل، القاء تخمک گذاری (اوولاسیون) و اسپرمیشن در ماهیانی که در شرایط اسارت به رسیدگی نهایی نمی رسند، جلو انداختن زمان تخم ریزی در ماهیانی که در شرایط پرورشی به رسیدگی می رسند، همزمان سازی تخم ریزی در ماهیانی که در یک دوره ی طولانی تخم ریزی دارند و همزمان سازی زمان تخم ریزی گونه های نزدیک که در برنامه ی دورگه گیری شرکت می کنند. در گونه هایی که قبلا پرورش آنها بر مبنای صید ماهیان جوان از محیط طبیعی می بود، توسعه ی فن آوری تخم ریزی القایی در ایجاد پایداری ذخایرطبیعی آنها سهیم بوده است.

برای اولین بار در سال 1930 در برزیل زمانیکه Ihering(3) هیپوفیز هموژنیزه ماهی را برای القاء تخم ریزی تزریق نمود، هورمون ها در آبزی پروری مورد استفاده قرار گرفته اند. استفاده از هیپوفیز هموژنیزه تا به امروز نیز ادامه دارد. اگرچه برخی معایب از قبیل فقدان همگونی در تهیه ی بیشتر هیپوفیزها، وجود هورمون های دیگر علاوه بر گنادوتروپین ها، قیمت بالای هیپوفیز ماهی و در برخی از موارد، کنترل کیفی ضعیف در تولید هیپوفیز خشک در استفاده از هیپوفیز وجود دارد. هیپوفیز ها ترجیحا از ماهیان رسیده که محتوای گنادوتروپین در حداکثر میزان خود می باشد، جمع آوری می شود و یا بلافاصله مورد استفاده قرار می گیرد، مستقیما روی یخ خشک منجمد می گردد، یا از طریق استن سرد برای حذف آب، قبل از خشک کردن،  فرآوری می شود. هیپوفیز گونه های دهنده که بطور موفقیت آمیز مورد استفاده قرار گرفته شامل کپور معمولی و سایر کپورها و چندین گونه ی آزاد ماهی می باشد.بعلت پدیده ی اختصاص گونه ای داشتن گنادوتروپین ماهیها، استفاده از هیپوفیز مشابه یا گونه های نزدیک بهم توصیه می شود.

گنادوتروپین نیمه خالص و خالص از هیپوفیز ماهی بدست آمده است، بویژه گنادوتروپین نوع دوم،که مشابه هورمون LH (هورمون محرک جسم زرد) می باشد. اگرچه، استفاده از این هورمون ها اساسا به دلایل اقتصادی به تحقیق و توسعه محدود شده است.گنادوتروپین جفت انسان (HCG)،که از ادرار زنان باردار استحصال می شود، در چندین گونه ی ماهیان باله دار از قبیل کپور ماهیان، کفال و             سی باس موثر بوده است. برای مرور تخم ریزی القایی در ماهی به منابع 4-8 مراجعه کنید.

هورمون های آزاد کننده ی گنادوتروپین مشابه ( GnRH_a و LHRH_a) در تخم ریزی القایی

مهم ترین پیشرفت در فن آوری تخم ریزی القایی در ماهیان باله دار ، کاربرد هورمون آزاد کننده ی گنادوتروپین مشابه(GnRH_a) در دو دهه ی گذشته بوده است.این هورمون ها سنتز و آزاد سازی گنادوتروپین های درون زا ماهی را تحریک می نمایند و بنابراین این عقیده وجود دارد که بیشتر به فرآیند رسیدگی طبیعی ماهی نزدیک می باشد. هورمون آزاد کننده ی گنادوتروپین طبیعی دکا پپتید می باشد به این معنی که از 10 آمینو اسید تشکیل شده است.چندین فرم طبیعی از این هورمون ها شناسایی شده است که در یک یا چند آمینو اسید با هم تفاوت دارند. در برخی از گونه های ماهی، دو یا سه فرم متفاوت در گونه های مشابه دیده شده است. بنابراین، سیم دریایی حاوی GnRH سیم دریایی، GnRH آزاد ماهیان، GnRH II جوجه می باشد(3). عملکرد جداگانه ی این فرم های مختلف روشن نشده است. GnRH های طبیعی در هنگامی که در ماهیان مورد استفاده قرار می گیرند، فعالیت نسبتا ضعیفی دارند، اگرچه ، مشابه ی صناعی از این هورمون های تولید شده که پیوستگی بیشتری با گیرنده های هیپوفیز داشته(10) و مقاومت آنها در برابر آنزیم ها بالاتر می باشد(11).نوعا، آنالوگ ها در موقعیت 6 با یک دی آمینو اسید مناسب از قبیل دی آلانین (D-Ala) و دی آرژنین(D-Arg) تعویض می شوند و گلیسین در موقعیت 10 حذف شده و با یک گروه اتیل آمید جایگزین می شود(5). GnRH آنالوگ که استفاده ی قابل ملاحظه ایی در آبزی پروری دارند شامل GnRH پستانداران [D-Ala6, des-Gly10] (بصورت [D-Ala6, des-Gly10] LHRH نیز شناخته می شود) و GnRH آزاد ماهیان [D-Arg6, des-Gly10] می باشد.چندین آنالوگ قوی در بدن ماهی موثر هستند  مشروط بر اینکه از منابع قابل اطمینان و خلوص پپتیدی بالایی برخوردار باشند.دز تیپیکال از محدوده ای بین 5 تا 100 گرم در کیلوگرم بسته به نوع گونه، رسیدگی مولدین، طبیعت و خلوص GnRH آنالوگ و در گونه هایی که ممانعت کننده ی دوپامین مانع اثر گذاری این هورمون می شود، ضد دوپامینی که مورد استفاده قرار می گیرد، متغیر می باشد.   

روش های اجرا

روش های مختلفی برای استفاده از GnRH آنالوگ توسعه یافته است(12).این روش ها عبارتند از تزریق داخل صفاقی یا تزریق عضلانی در محلول آبی، تزریق در فرم آزاد کننده ی کُند، به عنوان مثال میکروکپسول ها، کاشت GnRH در ترکیب با یک قرص کلسترولی یا پلیمری، استفاده ی خوراکی در محلول یا در غذا و غوطه وری در محلول GnRH با یا بدون در معرض فراصوت(Ultrasound) قرار دادن.تزریق در بسیاری از ماهیان بویژه در ماهیان گرمابی موثر می باشد. کاشت هورمون برای گونه های سردآبی، از قبیل آزاد ماهیان، مفید می باشد بطوریکه نیاز به دو تزریق برداشته شده و برای گونه هایی که دارای تخم ریزی مکرر می باشند، مانند سیم دریایی، سودمند است.استفاده ی خوراکی و غوطه وری برای تنظیم تخم ریزی گونه هایی که در شرایط دستکاری دچار استرس می شوند، توصیه می شود.

ضد دوپامین

تعدادی از ماهیان ، بویژه  کپور ماهیان، در نتیجه ی اثر بازدارندگی دوپامین در رها سازی گنادوتروپین، بطور ناچیز به GnRH/LHRH تزریقی پاسخ می دهند(15).این بازدارندگی بوسیله ی استفاده ی توام ضد دوپامین و GnRH آنالوگ رفع می گردد(16).ضد دوپامین هایی که بطور موفقیت آمیز برای این هدف در ماهی مورد استفاده قرار گرفته اند عبارتند از دُمپریدون(domperidone)(7) ، پیموزاید (pimozide)(15) ، متوکلوپرامید(metoclopramide)(17) و سولپیراید(sulpiride)(18).دُز مناسب در محدوده ی 5-20 میلی گرم در کیلوگرم بسته به نوع ضد دوپامین، نوع گونه، رسیدگی مولدین و دُز GnRH می باشد. دُمپریدون(Motilium)، که در آب نامحلول می باشد در یک سوسپانسیون آبی تزریق می شود یا در پروپیلن الکل یا دیگر محلول های مناسب حل می شوند(19). استفاده ی خوراکی  GnRHنیز  امکان پذیر است(14).    

ممانعت کننده های ضد استروژن و آروماتاز

با دستکاری مکانیزم های بازخوردی کنترل کننده ی GnRH درون زا و ترشح گنادوتروپین، می توان اوولاسیون را القاء نمود. بنابراین،ممکن است از ضد استروژن هایی از قبیل تاموکسی فین(tamoxifen) برای القاء اوولاسیون استفاده نمود(a 9 1 ) . اخیرا، نشان دادیم که اوولاسیون(20) و اسپرمیشن در آزاد ماهی اقیانوس آرام با استفاده از ممانعت کننده ی آروماتاز، فادروزول(fadrozole)، که بازدارنده ی بیوسنتز استروژن می باشد، عملی است(21 و 22).بهر حال، تحقیقات آینده برای تعیین اینکه چگونه می توان این یافته را بصورت یک تکنیک عملی درآورد، ضروریست.

کنترل تمایز جنسی

هورمون ها، بویژه آندروژن و استروژن، نقش مهمی در توسعه فن آوری تولید ذخایر ماهیان تک جنس و ماهیان عقیم ، بر عهده دارند. در چندین گونه، یک جنس نسبت به جنس دیگر دارای ارزش بیشتری است به عنوان مثال ، در جایی جنس ماده ارزشمند است. در دیگر گونه ها پرورش تک جنسی اجرای کارآمدتر سیستم تولیدی را تسهیل می کند، به عنوان نمونه، در جایی که یک جنس تا اندازه ی بازاری سریع تر رشد می کند یا در جایی که یک  جنس مستعد رسیدگی جنسی پیش از موعد قبل از رسیدن به اندازه ی بازاری می باشد.

همچنین، تولید ذخایر تک جنس یا عقیم وسیله ایی برای محدودیت تولیدمثلی گونه های غیر بومی یا ذخایر تغییر یافته ی ژنتیکی می باشد(23-27).

گونه ایی که بصورت تک جنس در مقیاس تولیدی پرورش داه می شود شامل چینوک سالمون، گونه ایی که بصورت ماده های تک جنس بصورت کاملا تجاری برای یک دهه در کانادا پرورش داده می شود، و قزل الای رنگین کمان که امروزه در چندین کشور بصورت ماده های تری پلوئید تک جنس پرورش داده می شوند، می باشد. تیلاپیای نر تک جنس بصورت وسیع در چند کشور توسعه پیدا کرده است. از گونه هایی که در آینده فن آوری تک جنس در مورد آنها قابل اعمال می باشد می توان به دیگر آزاد ماهیان، از قبیل، آزاد ماهی اقیانوس اطلس و کوهو سالمون، ماهی پهن، از قبیل توربوت و هالیبوت که ماده های آنها نسبت به نرها سریع الرشد تر هستند، کپور ماهیان، کفال، سی باس و گربه ماهی اشاره نمود. دو رویکرد متمایز، مستقیم و غیر مستقیم،  برای کنترل جنسیت وجود دارد(25).

در روش مستقیم، تولید ماهی با یک آندروژن یا استروژن مناسب، معمولا در طول تکامل اولیه ماهی برای القاء تمایز غدد جنسی به جنس مورد نظر، انجام می گیرد.این روش بطور وسیع برای تولید تیلاپیای نر تک جنس مورد استفاده قرار گرفته است (29 و 30). بهر حال، این روش به تدریج بوسیله ی روش غیر مستقیم تازه توسعه یافته برای تیلاپیا جایگزین گردید(31). در روش غیر مستقیم، درمان هورمونی در نسل قبلی اعمال می شود نه روی ماهیان تولیدی. در این روش با تولید اسپرم های تک جنس زمانیکه برای لقاح تخم های طبیعی استفاده می گردند، تولید ماهیان تک جنس می نمایند. بنابراین در آزاد ماهیان که ماهیان ماده از نظر ژنتیکی هموگامتیک می باشند]یعنی دارای کروموزوم xx هستند،  [ ماده ها در مرحله ی آلوین (لاروهای دارای کیسه ی زرده) بوسیله ی غوطه وری و در برخی موارد بوسیله ی غذا در مرحله ی شروع تغذیه برای تولید ماهیان نر فنوتیپی اما ماده ی ژنتیکی درمان می شوند. زمانیکه این ماهیان رسیده شدند، آنها اسپرم های تک جنس تولید نموده که در لقاح با تخم های نرمال ، تولید فرزندان ماده ی تک جنس می نمایند. برای توسعه ی ذخایر آزاد ماهیان تک جنس ماده نیاز به جدا سازی ماده های نرزاد از ماده های طبیعی می باشد. این عمل بطور سنتی توسط تست فرزندان انجام می گیرد، اگرچه، توسعه ی کاوش(پروب) DNA ویژه ی کروموزوم Y ،این فرآیند را در تعدادی از آزاد ماهیان تسهیل نموده است(32 و 33). تولید غیر مستقیم ذخایر نر تک جنس در گونه های هموگامتیک نیاز به مراحل بیشتری در مقایسه با تولید ذخایر ماده ی تک جنس دارد؛ به این خاطر که این روش بستگی به تولید فوق نرهای دارای کروموزوم YY ، دارد(31 و 34).در گربه ماهی، تولید نرهای تک جنس از طریق درمان تغذیه ایی نر های ژنتیکی(حاوی کروموزوم های XY) با استروژن( یا آندروژن) برای تولید ماده های فنوتیپی حاوی کروموزوم های XY انجام می گیرد. زمانیکه ماهیان به رسیدگی رسیدند، این ماده ای XY با نر های طبیعی XY لقاح داده می شوند.فرزندان حاصل از این آمیزش دارای نسبت 3(نر):1(ماده) می باشند. یک سوم از این نرها دارای کروموزوم های YY هستند(بوسیله ی تست فرزندان مشخص می شود)، که در زمان رسیدگی تولید اسپرم های نر تک جنس می نمایند. هنگامی که این اسپرم ها برای لقاح تخم های طبیعی مورد استفاده قرار می گیرند، نتیجه جمعیت نر تک جنس می باشد.مطالعات  مروری که در زمینه ی فن آوری کنترل جنسیت در ماهی وجود دارد می توان به Hunter و  Donaldson (35) ، Shelton (36) ، Pandian و  Sheela (37)، Donaldson و همکاران(38)، Donaldson(6) و Piferrer (39) اشاره نمود.

متغیرهای اساسی در کنترل تمایز جنسی

انتخاب آندروژن یا استروژن

عوامل مختلفی در موفقیت کنترل هورمونی جنسیت دخیل می باشند. انتخاب یک آندروژن یا استروژن مناسب حائز اهمیت است. در آندروژن ها ، تستوسترون آندروژن ضعیفی می باشد در حالیکه آندروژن غیر قابل آروماتیزه شدن (حلقوی شدن) ، 11-کیتو تستوسترون، موثر بوده ولی برای استفاده گران می باشد. آندروژن مصنوعی ،17-متیل تستوسترون، در بسیاری از گونه ها موثر می باشد. اگرچه، در زمانیکه این هورمون در دُزهای بالا مورد استفاده قرار گیرد می تواند منجر به ماده زادی متضاد شود. واژه ی ماده زادی متضاد در تشریح ظهور خصوصیات جنس ماده در زمانیکه از دُز بالای آندروژن استفاده گردد، بکار می رود. این پدیده در زمانی اتفاق می افتد که آندروژن استفاده شده در بدن به استروژن آروماتیزه می شود. آندروژن مصنوعی غیر قابل آروماتیزه شدن،  17- متیل دی هیدروتستوسترون یک عامل نرزاد موثر در آزاد ماهیان(40) و تیلاپیا (41) می باشد.در برخی از گونه ها، از قبیل گربه ماهی، نر زادی با هیچ یک از آندروژن هایی که تا به امروز مورد آزمون قرار گرفته اند، امکان پذیر نمی باشد، اگرچه، ماده زادی بدون مشکل قابل اجراست(34 و 42).در مورد استروژن ها، استروژن طبیعی 17- استرادیول موثر و استروژن مصنوعی17-اتینیل استرادیول نیز موثر و قوی تر می باشد(43). 

دُز و زمان

دُز بر اساس نوع گونه، استروئید استفاده شده و روش بکارگیری آن متفاوت می باشد.درمان هورمونی باید در طول دوره ی ناپایدار یعنی دوره ایی که ماهی به درمان آندروژنی و استروژنی پاسخ می دهد، انجام گیرد(28). در گونه های جدید اولین گام تعیین زمانِ تمایز مرفولوژیکی جنسیت، از طریق مطالعات بافت شناسی می باشد. برای گونه هایی که قبل از آغاز تغذیه ی خارجی از طریق غوطه وری درمان می گردند،برای مثال در آزاد ماهیان، دُز آندروژن در محدوده ی 400-2000 گرم در لیتر بصورت غوطه وری در آب موثر است.نوعا، آندروژن در اتانل یا دیگر حلال های مناسب قبل از ترکیب با آب حل می شود. چرخش آب غوطه وری برای چرخش تخم و لارو بوسیله ی هوادهی یا پمپ های چرخشی و زیاد نبودن تعداد تخم ها  یا لاروها در هر لیتر، حائزاهمیت است.یک زمان غوطه وری مناسب 2 ساعت می باشد، اگرچه، مطالعات ایزوتوپی نشان می دهد که باز جذب هنوز در این مدت زمان پایین می باشد(44). موفقیت در این زمینه زمانی حاصل می شود که دوره ی غوطه وری طولانی تر و در دمای پایین صورت پذیرد.برخی از گونه های ماهی به یک غوطه وری در طول زمان ناپایدار پاسخ می دهند در حالیکه برخی دیگر نیاز به تکرار دوره ی درمانی در دوره ی ناپایدار یا ترکیبی از غوطه وری و درمان غذایی نیاز دارند(45).دُز نرزادی از 1 تا 3 میلی گرم در کیلوگرم غذا در آزاد ماهیان تا 60 میلی گرم در کیلوگرم غذا در تیلاپیا متغیر می باشد(30). در گونه هایی از قبیل سی باس مدیترانه ایی تمایز جنسی دیر اتفاق می افتد.موفقیت در زمینه ی تغییر جنسیت در این گونه با درمان غذایی حاوی 17- متیل تستوسترون با دُز 10 میلی گرم در کیلوگرم ، 126 روز پس از لقاح و ادامه آن تا 100 روز ، بدست آمده است(47).دُز بالاتر آندروژن برای نر زادی می تواند سبب عقیمی ماهی شود(48-50).

 نکات بهداشتی و محیطی

آندروژن و استروژن مورد استفاده در آبزی پروری ، استروئیدهای قوی هستند که می بایست با دقت زیاد مورد استفاده قرار گیرند. افرادی که با این مواد کار می کنند باید از تماس پوستی یا استنشاق آنها خودداری کنند.باید از بکاربردن هورمون های مشابه از قبیل دی اتیل استیل بسترول، که یک عامل سرطانزای شناخته شده برای دستگاه تولیدمثل انسان ها می باشد، خودداری شود. فاضلاب حاوی آندروژن یا استروژن باید به داخل حجم بزرگ آب یا جریان آبی فرستاده شود تا در آنجا آنقدر رقیق شود تا به غلظت مناسب برسد یا به گودال های زیر زمینی جایی که از منابع آب خانگی به دور باشد فرستاده شود. استفاده از آندروژن یا استروژن در سیستم های آبی بسته که ماهیهای درمان نشده در همان آب قرار دارند، می تواند منجر به اثرات ناخواسته روی ماهیهای درمان نشده شود(51).

رشد

میانگین سیکل تولیدی ماهیان باله دار پرورشی خیلی بیشتر از سیکل تولیدی ماکیان و پستانداران می باشد. بدین دلیل امکانات سرمایه ایی برای یک مدت طولانی تر اشغال شده و ماهیان در هر سیکل تولیدی در معرض خطرات بیشتر به خاطر عوامل مختلف، از جمله آسیب های ناشی از طوفان، شکار شدن، بیماری و شکوفایی مضر جلبک ها، قرار می گیرند.پیشرفت در زمینه ی کاهش سیکل تولیدی از طریق بهگزینی مولدین، تغذیه ی اصلاح شده و بهبود مزرعه داری قابل حصول است. اگرچه، دانستن اینکه کاهش بیشتر سیکل تولیدی بر مبنای عملی و پایدار  با توجه به دانش ما در زمینه ی سیستم غدد درون ریز امکان پذیر است،جالب توجه می باشد. هورمون هایی که در این مطالعات بیشترین توجه به آنها شده است و تا به امروز موثرترین حالت را در تحریک رشد داشته اند، هورمون رشد هیپوفیز یا سوماتوتروپین (53 و 52) و هورمون های مرتبط با آن از قبیل لاکتوژن جفت گاو(54)                     می باشد.سوماتوتروپین یک پروتئین با وزن مولکولی در حدود 20000 دالتون است.هورمون های رشد پستانداران در بدن ماهیان موثر هستند؛ این درحالیست که هورمون های رشد ماهی در پستانداران بی اثر می باشد. علاوه بر تحریک رشد، سوماتوتروپین فرآیند اسمولتیفیکیشن(تبدیل ماهی به فرم اسمولت) در آزاد ماهیان را تسهیل می کند(55 و 56) و باعث بهبود ضریب تبدیل غذایی می شود(54).تولید و ترشح این هورمون از غده ی هیپوفیز تحت کنترل محرک (سوماتوکرینین یا هورمون آزاد کننده ی هورمون رشد) و عوامل بازدارنده (سوماتواستاتین) (57) از طریق هیپوتالاموس می باشد.عقیده بر اینست که فعالیت هورمون رشد از طریق واسطه ی فاکتور شبه انسولین (IGF I)(سوماتومدین) انجام می گیرد. اگرچه، تاثیر هورمون رشد روی رشد ماهی با درمان IGF I هنوز بطور کامل پاسخگو نبوده(58)، از این رو پیشنهاد شده که ممکن است هورمون رشد از مکانیزم های دیگر عمل کند یا هنوز امکان استفاده از IGF I  در یک روش کاملا موثر برای تحریک رشد بدون ایجاد مشکلات فیزیولوژیکی که بطور طبیعی همراه با سطح بالای انسولین می باشد، وجود ندارد(59).هورمون های دیگری که برای رشد مورد بررسی قرار گرفته اند عبارتند از : هورمون های آندروژن و تیروئید(a59).دو روش برای استفاده از هورمون رشد وجود دارد. هورمون برون زا می تواند در طول دوره ی مناسب  از سیکل تولیدی استفاده شود یا خود ماهی می  تواند مهندسی شود تا مقدار زیادی هورمون رشد ، که تحت کنترل هیپوتالاموس نیست، در سر تاسر سیکل تولیدی ، ایجاد شود(60).

بکارگیری هورمون رشد برون زا

چندین راه برای استفاده از هورمون رشد در ماهی وجود دارد. هورمون رشد می تواند هفته ایی یا هر دو هفته در شکل مایع بصورت داخل صفاقی تزریق شود یا با فواصل زمانی طولانی تر در فرمالاسیون رسانش پایدار مورد استفاده قرار گیرد(56 و 61).این هورمون همچنین بصورت کاشت های رسانش پایدار از جمله قرص های کلسترولی یا قرص های با پوشش پلیمری (63 و 64) یا پمپ های مینی اُسموتیکی (62 و 65) مصرف می شوند.غوطه وری در محلول هورمون رشد مورد آزمون قرار گرفته است(66). احتمالا عملی ترین روش بکارگیری هورمون رشد بصورت غذایی (67 و 68) یا بصورت تزریق فرمالاسیون رسانش پایدار می باشد. ماهیان باله دار قادر به بازجذب پروتئین ها و پپتید های کامل  از دستگاه گوارش هستند(69 و 70) و روش هایی برای حفاظت هورمون ها در طول عبور از دستگاه گوارش و افزایش بازجذب، مورد بررسی قرار گرفته است(a70).

مزیت های استفاده از هورمون رشد برون زا در مقایسه با ماهیان ترنس ژنیک عبارتست از:

-        استفاده از این روش در یک مرحله ی خاص از زندگی امکان پذیر است؛

-         دوره ی بازگیری ممکن است؛ به محدودیت های تولیدمثلی یا فیزیکی نیاز نیست؛

-         و نیازی به تولید ماهیان عقیم و نگهداری مولدین خاص در قرنطینه نیست.

معایب این روش شامل موارد زیر است:

-        بازده ی افزایش رشد به مانند ماهیان ترنس ژنیک نیست؛

-        قیمت هورمون رشد؛

-         درمان با هورمون نیاز به دستکاری دارد(به استثناء روش دهانی)؛

-         ممکن است تکرار درمان نیاز باشد؛

-         نکات کنترلی؛

-        نگرانی بالقوه ایی که از باقیمانده ی هورمون در تولیدات و محیط وجود دارد.

تکامل ماهی با افزایش هورمون رشد درون زا

توسعه ی ماهیان ترنس ژنیک با قابلیت افزایش تولید هورمون رشد، وسیله ی دیگری برای افزایش میزان رشد می باشد. موفقیت این روش از طریق ایجاد DNA حاوی همولوگ ها یا ژن های نزدیک به ژن هورمون رشد، بوسیله ی پیش برنده های(پروموتور) ماهی، از قبیل پیش برنده ی ضد یخ روغن ماهی اقیانوس(b70 و 71) و پیش برنده ی متالوتئونئین –B ماهی آزاد قرمز(60) امکان پذیر است. در برخی ماهیان ترنس ژنیک سریع الرشد، افزایش سطح هورمون رشد برای ایجاد بد فرمی در ناحیه ی سر کافیست(71)؛ اگرچه، ماهیان با رشد متوسط دارای ظاهر طبیعی هستند. فن آوری ترنس ژنیک (انتقال ژن) احتمال افزایش یا توقف بخش های دیگر سیستم غدد درون ریز را در پی دارد(72).

مزیت های ماهیان ترنس ژنیک دارای رشد بالا عبارتست از:

-        ظهور رشد استثنایی؛

-        تولید پپتید، درون زا می باشد؛

-         پپتید های مورد استفاده می تواند همولوگ باشد؛

-         نیازی به دستکاری ماهی نیست؛

-         افزایش رشد مداوم است؛

-         خصوصیات بروز یافته قابل توارث است؛

-         و امکان کنترل بروز هورمون رشد در مراحل خاصی از زندگی وجود دارد.

معایب این روش را می توان اینگونه بیان نمود:

-        توسعه و تکامل یک ذخیره ی مولدین واقعی به چندین نسل نیاز دارد؛

-         کنترل سطح بروز تنها از طریق بهگزینی ممکن است و کنترل زمان بروز هنوز امکان پذیر نیست؛

-         پذیرش عمومی کالای مهندسی ژنتیک شده در بازار صادراتی؛

-         نگرانی از استفاده ساختارهای غیر همولوگ؛

-         نگرانی عمومی در مورد خطر پذیری اکوسیستم آبی ،ناشی از فرار احتمالی موجودات آبزی تغییر ژنتیکی داده شده ؛

-         نیاز به قرنطینه ی مولدین؛

-         و عقیم سازی قابل اطمینان ماهیان تولیدی.

بسیاری از مشکلات احتمالی مرتبط با استفاده از هورمون های رشد برون زا یا ماهیان ترنس ژنیک حل شده است و این احتمال وجود دارد که هر دو این فن آوری ها در آینده ی نه چندان دور مورد استفاده قرار گیرد.

جمع بندی

این مرورِ خلاصه از استفاده ی هورمون ها در ماهی، بر روی آندسته از هورمون ها متمرکز شده است که بطور واقعی مورد استفاده قرار گرفته اند یا در شرف استفاده در آبزی پروری می باشند. توجه به این نکته دارای اهمیت است که قابلیت سنجش اسان سطح هورمون در طبیعت ، کارگاههای تکثیر و ماهیان پرورشی وسیله ایی نیرومند، برای مثال، برای ارزیابی استرس و موقعیت های تولیدمثلی ماهی فراهم می کند.

 ] منبع اصلی :

 Donahdson, E. M. (2000), HORMONES IN FINFISH AQUACULTURE, In: ENCYCLOPEDIA OF AQUACULTURE, Robert R. Stickney, pp: 446-451]

چکیده

Artificial Induction of Gynogenesis in fish

Sayyed Morteza Ebrahimzadeh[1]

Abstract

Gynogenesis involves the development of an organism only maternal chromosome. Gynogenesis induced by eliminating or denaturing the genetic material of sperm though irradiation either by UV or Gamma rays or chemicals and fertilizing the egg with this biologically active but genetically blank milt. Gynogenesis provides methods for the rapid production of inbred population which can be used in crossbreeding programs. Production of monosex population is also possible through gynogenesis. The aim of the present review is to discuss of "How to" manual for Gynogenesis in fish.

Keyword:  Gynogenesis, chromosome, genetic material, egg, milt.   

1-      M.Sc. Graduate of Aquaculture, Faculty of Marine Science, Tarbiat Modarres University, Iran. E-mail:sm_ebrahimzadeh@hotmail.com

Introduction

 The aim of this article is to provide a review of information on induced gynogenesis in fish. Gynogenesis is embryo development under control of only maternal heredity after activation of eggs by insemination (Gomelsky, 2003). It is a specialized form of parthenogenesis wherein embryos develop after activation egg by the genetically inactivated sperm but there is no genetic contribution the paternal genome.

 Natural Gynogenesis

Natural gynogenesis has been reported in several fish species; such as species of family Poecilidae i.e. poecilia Formosa, Cyprinidae i.e. carassius auratus gibelio and Pleuronectidae family (Thomas et. al., 2003).

Induced Gynogenesis

Gynogenesis can be artificially induced by eliminating the genetic material (DNA) of the sperm through irradiation either by ultraviolet (UV) Gamma rays or chemicals and fertilizing the egg with irradiate milt. Giving thermal (cold and heat) or hydrostatic pressure shock can restore diploidy.This method of chromosome inactivation is based on different sensibilities of chromosome and cytoplasmitic structure of spermatozoa (Gomelsky, 2003).

After fertilization of egg with genetically inactivated spermatozoa, gynogenetic haploids progeny are produced. Haploids in fish are morphologically abnormal and die before or soon after hatching. In order to obtain viable diploid gynogenetic fish, the haploid female chromosome set must be doubled.

Methodology to Induce Gynogenesis

After stripping the male, milt is typically spread in a thin layer to small Petri dish or a glass dish and kept from overheating often by a cool water bath surrounding the dish or plate. The milt placed over the mechanical shaker the UV chamber.

Obviously, the optimum duration of irradiation process will vary from one species to another; for example the irradiation of milt process may be continued for 17-20 minutes in case of India Major carp and 35-40 minutes in case of common carp for complete irradiation (Thomas et. al., 2003). After completion of irradiation, milt may be store in the refrigerator or at 4-5 ⁰C. Then female brood fish may be stripped and after thawing the milt, eggs activated with irradiated milt. These fertilized eggs may be given thermal (cold and heat) or hydrostatic pressure shock to restore diploid nature.

Types of Gynogenesis

Meiotic Gynogenesis:

In this way, restoration of diploidy in a haploid gynogen egg can be achieved by suppressing metaphase – II in the second meiotic division, indeed, by preventing the extrusion of the second polar body. As a sperm cell activates an egg, intracellular mechanisms to eject the second polar body set into motion. At this critical point in time a physical shock such as low or high temperature (cold and heat shock) or hydrostatic pressure must be applied to halt the loss of the second polar body.

Under the influence of this treatment, spindle fibers are destroyed and, as result, meiotic division is suppressed, the second polar body is not extruded; it is fused with the haploid female pronucleus.This type of gynogene induction is referred to as "meiotic gynogenesis". The optimal condition for the retention second polar body will vary in various fish species; for example in European sea bass (Dicentrarchus labrax) eggs, treatment optima for cold shocks were 0-1 ⁰C for 15-20 min at 5 min after fertilization and 8500 psi for 2 min after fertilization for hydrostatic pressure shocks (Peruzzi et. al., 2000).

Mitotic Gynogenesis:

In the second case gynogenesis can be achieved by blocking the first cleavage. This type is known as "Mitotic Gynogenesis". In this way, irradiated sperm is used to activate egg cells but polar bodies are allowed to be jettisoned. During suppression of first mitotic division in haploid embryos, two haploid nuclei are united to form an in diploid nucleus .

The optimal condition for mitotic gynogenesis is varying in fish. For example, in tilapia (oreochromis niloticus) mitotic gynogenesis induced with heat shock (41 ⁰ C) for 3.5 minute at 27.5 -30 minute post-fertilization (Lee, 1999).

Conclusion

Gynogenesis is a specialized form of parthenogenesis wherein embryos develop after activation egg by the genetically inactivated sperm but there is no genetic contribution the paternal genome. In order to obtain viable diploid gynogenetic fish, the haploid female chromosome set must be doubled. A female the haploid chromosome set may be doubled in two ways: either by suppression of the second meiotic division in eggs (Meiotic Gynogenesis) or by suppression of the first mitotic division in haploid embryos (Mitotic Gynogenesis). Gynogenesis provides methods for the rapid production of inbred population which can be used in crossbreeding programs. Production of monosex population is also possible through gynogenesis.

References

Bhise, M. P., Khan, T. A., Androgenesis: The Best Tool for Manipulation of Fish Genomes, 2002. Turk J Zool, 26:317-325

Foresti, F., Biotechnology and fish culture, 2000. Hydrobiologia 420: 45–47.

Gomelsky, B., Chromosome set manipulation and sex control in common carp: a review, 2003. Aquat. Living Resour. 16:408–415

Na-Nakorn, U., Comparison of cold and heat shocks to induce diploid gynogenesis in Thai walking catfish (ClariaF macrocephalus) and performances of gynogens.1995. Aquat. Living Resour. 8: 333-341

Peruzzia, S., Chatain, B., Pressure and cold shock induction of meiotic gynogenesis and triploidy in the European sea bass, Dicentrarchus labrax L.: relative efficiency of methods and parental variability, 2000. Aquaculture, 189(1-2):23-37

 Lee, Sh.Ch., Donaldson, E., Reproductive Biotechnology in Finfish Aquaculture, 1999.Elesevier science B.V.

Lutz G.C., Practical Genetics for Aquaculture, 2001, Fishing News Books.120-123  

Tave, D., Inbreeding and brood stock management, 1999. FAO.

Thomas, P.C., Rath, S.Ch., Mohapatra, K.D., Breeding and Seed Production of Finfish and Shellfish, 2003. Dya publishing House. 284-291

نارسايي هاي توليدمثلي در ماهيان پرورشي

سيد مرتضي ابراهيم زاده

مقدمه

متاسفانه بسياري از ماهيها، در زمان پرورش، در روند توليدمثلي خود دچار نقصان مي شوند. در مولدين ماده، تحت شرايط پرورشي، رسيدگي نهايي اووسيت(FOM) و به تبع آن تخمك گذاري(اوولاسيون) و تخم ريزي ديده نمي شود(Zohar, 1988, 1989,) در مولدين نر نيز تحت اين شرايط حجم اسپرم (مايع مني و اسپرماتوزوآ) كاهش يافته و كيفيت نازلي پيدا مي كند(Billard, 1986, 1989..). دستكاري عوامل محيطي مختلف از قبيل دما، دوره ي نوري، حوضچه ي پرورشي از لحاظ عمق و حجم، وجود مواد تحريك كننده مانند پوشش گياهي و ... در بيشتر اوقات سبب بهبود و تسريع در تخم ريزي مي گردد(ابراهيم زاده، 1386).

  بهر حال، در برخي از مواقع تنها راه كنترل توليدمثل در ماهيهاي پرورشي استفاده از هورمون براي القاء تخم ريزي مي باشد. روش هاي مختلفي براي استفاده ازهورمون در ماهيها، تحت شرايط پرورشي مورد استفاده قرار گرفته است. نخستين روش بكار گرفته شده استفاده از هيپوفيز ماهي رسيده حاوي گنادوتروپين ، بوده است. امروزه از هورمون هايي كه بطور مصنوعي توليد مي گردند و توان بالايي در آزاد سازي هورمون آزادكننده ي گنادوتروپين(GnRH) دارند، استفاده مي شود.

چرخه ي توليدمثلي در ماهيان استخواني

سيستم كنترل غدد درون ريز توليدمثل در ماهيان استخواني بر اساس محور هيپوتالاموس – هيپوفيز- غدد جنسي، مشابه ي پستانداران، مي باشد. هيپوتالاموس عامل آزاد كننده ي گنادوتروپين (GnRH) را توليد مي نمايد.هورمون آزاد كننده ي گنادوتروپين بر غده ي هيپوفيز تاثير گذاشته و سبب سنتز و رهاسازي هورمون هاي گنادوتروپين (GtHs) كه نقش آن سوق دادن غدد جنسي(تخمدان و بيضه) به سمت توليد سلول هاي جنسي مي باشد، مي شود تحت شرايط طبيعي ، ساز و كار بازخوردي در ماهي وجود دارد كه ترشح گنادوتروپين را محدود  مي كند. اين ساز و كار ماده ي شيميايي به نام دوپامين مي باشد كه مانع فعاليت هورمون آزاد كننده ي گنادوتروپين مي شود.
دو نوع GtH كه داراي ساختار و نقش شيميايي متفاوت مي باشند، در ماهيان استخواني تشخيص داده شده است: GtH I (يا FSH)، در مراحل آغازين گامتوژنز (ويتلوژنز و اسپرماتوژنز) نقش دارد و GtH II (يا LH ) رسيدگي نهايي ائوسيت(FOM)، اسپرميوژنز و اسپرميشن را تنظيم مي نمايد. GtH II پلاسما درست قبل از مرحله ي اسپرميشن و رسيدگي نهايي اووسيت افزايش يافته و باعث تعويض توليدات استروئيدوژنيك و آندروژنيك (تستوسترون(T ) و 11- كتو- تستوسترون (11-KT ) در ماهيان نر و 17- بتا استراديول و استرون در ماهيان ماده) با توليدات پروژستونيك (مانند 17- آلفا- 20- بتا- دي هيدروكسي – 4 پروژن -3- وان و 17- هيدروكسي پروژسترون) به ترتيب در سلول هاي درون شبكه اي بيضه و سلول هاي لايه ي تك تخمدان مي گردد(ابراهيم زاده،1387). هورمون هاي پروژستوني سبب رسيدگي نهايي اووسيت در ماهي ماده و تنظيم اسپرميشن در ماهي نر (تحريك توليد مايع مني و رسيدگي اسپرماتوزوآ) شده و بر روي رفتار جنسي تاثير مي گذارد.
بخش اعظم فرآيند جذب آب اسپرم وابسته به گنادوتروپين ها مي باشد .اين هورمون ها باعث اسپرميشن شده و حجم اسپرم را افزايش مي دهند. بسياري از مشكلاتي كه در زمينه ي تكثير ماهيان  استخواني مشاهده مي شود(عدم انجام رسيدگي نهايي ائوسيت، اوولاسيون، اسپرميشن و يا رهاسازي خودانگيز سلول هاي جنسي) در نتيجه ي نقص در انتشار GtH II بوسيله ي هيپوفيز مي باشد   (ابراهيم زاده، 1386).

 نارسايي هاي توليدمثلي در ماهيان پرورشي

مانند بسياري از حيوانات كه در شرايط اسارت نگهداري مي شوند، ماهيها پرورشي نيز در روند توليدمثلي خود دچار مشكل مي شوند. اين نقص توليدمثلي به احتمال زياد ناشي از استرس شرايط پرورشي و نبود شرايط محيطي مناسب مي باشد. اگرچه، در بسياري از مواقع بعد از گذشت چندين سال و ايجاد نسل جديد و پرورش در محيط اسارت، مشكلات توليدمثلي كاهش مي يابد. نمونه خوب از اهلي شدن ماهيها را مي توان در سيم دريايي (Sparus auratus ) مشاهده نمود. زمانيكه پرورش اين گونه ي مديترانه ايي در سال 1970 آغاز گرديد، تنها از طريق تزريق هورمون مقداري تخم از آن استحصال مي گرديد. اين ماهي حتي پس از تزريق نيز قادر به تخم ريزي طبيعي نبود و  تخم ها از طريق دستي از بدن ماهي مولد خارج مي گرديد( ( Gordin and Zohar, 1978 با گذشت زمان و ايجاد نسل هاي جديد ، اتكا پرورش اين ماهي به تزريق هورمون بطور چشمگير كاهش پيدا نمود. امروزه اين ماهي را از طريق دستكاري  دوره هاي نوري بدون استفاده از هورمون تكثير مي كنند

مشكلات توليدمثلي ماهيان پرورشي بيشتر مربوط به جنس ماده مي باشد. اين مشكلات را مي توان در سه گروه طبقه بندي نمود:

1-   مهمترين مشكلي كه مارماهي آب شيرين(جنس Anguilla ) مثال خوبي از آن است، انجام نشدن عمل زرده سازي(ويتلوژنز) و اسپرم سازي(اسپرماتوژنز) در ماهيها، تحت شرايط پرورشي مي باشد. در طبيعت غدد جنسي مارماهي اروپايي(anguilla Anguilla) در زمان مهاجرتِ 18 ماهه از رودخانه ي محل زيست اين ماهي تا اعماق درياي سارگاسو، رسيده شده و در آنجا تخم ريزي    انجام مي گيرد. اعتقاد بر اين است كه مارماهي در شرايط پرورشي قادر به طي اين مسير و مهاجرت نيست و اين باعث عدم رشد غدد جنسي در اين ماهي مي گردد. ماهي آمبرجك(Seriola dumerili ) و كفال خاكستري (Mugil cephalus ) نيز جز اين گروه قرار دارند(Fontaine, M., 1975. (

2- مشكل دومي كه در روند توليدمثل ماهيان پرورشي بروز مي كند، انجام نشدن رسيدگي نهايي اووسيت(FOM ) مي باشد. در برخي از اين ماهيها شاهد زرده سازي تخمك هستيم ولي در فصل توليدمثل تخمك هاي زرده دار به رسيدگي نهايي و تخمك گذاري (اوولاسيون) نمي رسند و در ادامه ازبين رفته و جذب بدن مي گردند. اين نارسايي رايج ترين مشكل توليدمثلي در صنعت آبزي پروري مي باشد و تحقيق هاي زيادي در زمينه ي دستكاري هورموني اين ماهيها براي القاء رسيدگي نهايي، تخمك گذاري و تخم ريزي انجام گرفته است . 

3-   سومين مشكل، انجام نگرفتن تخم ريزي در انتهاي چرخه ي توليد مثلي مي باشد. در گونه هايي كه اين مشكل بروز مي كند، تحت تاثير محرك هاي محيطي و فيزيولوژيكي رسيدگي نهايي ائوسيت و تخمك گذاري انجام مي گيرد اما اين تخمك ها قادر به خروج از بدن نيستند. در آزاد ماهيان اين تخمك ها در حفره ي شكمي باقي مانده و طي چند ماه جذب بدن مي گردند. در اين نوع ماهيها استحصال تخمك به روش دستي و لقاح نيزبصورت مصنوعي انجام مي شود. در اين حالت دانستن زمان دقيق تخم كشي بسيار ضروري است، چون تخمك هاي اوولاسيون يافته(خارج شده از فوليكول) بعد از مدتي ،كه با توجه به نوع گونه و دماي محيط از چند دقيقه تا چند هفته متغير است، فوق رسيده شده و قادر به انجام عمل لقاح نخواهند بود. از آنجايي كه مولدين در يك زمان خاص تخمك گذاري نمي كنند، ممكن است بررسي تخمك گذاري مولدين براي چند هفته بطول بيانجامد كه اين امر، به نيروي انساني زيادي نياز داشته و در اثر دستكاري زياد، مولدين آسيب مي بينند. اين صدمات اثر منفي بر روي فرآيند رسيدگي جنسي و كيفيت تخمك دارد.

در مولدين نر تحت شرايط پرورشي فقط كاهش اسپرم و تنزل كيفيت آن ديده مي شود. بطوريكه در چندين آزمايش بر روي برخي از ماهيها اين نتيجه حاصل گرديد كه زمانيكه مولدين وحشي در فصل تخم ريزي به محيط پرورشي انتقال داده شدند، مولدين نر اسپرم هاي غير فعال يا اسپرم هايي با لزوجت بالا  توليد نمودند .(لزوجت بالاي اسپرم مانع عمل لقاح مي شود)مشكل ديگري كه در مولدين نر در شرايط پرورشي ديده مي شود اينست كه ميزان اسپرم توليد شده توسط اين ماهيها براي انجام عمل لقاح در مراكز تكثير كافي نيست Mylonas, C.C., Zohar, Y.,2001)).

كاهش سطح هورموني ماهيهاي پرورشي

  انجام نشدن عمل رسيدگي نهايي اووسيت، تخمك گذاري و تخم ريزي در ماهيهاي پرورشي گوياي اين حقيقت است كه مولدين در استخر هاي پرورشي، شرايط محيطي موجود در در مكان هاي توليدمثلي خود را تجربه نمي كنند. بسياري از ماهيهاي  پرورشي صدها تا هزاران كيلومتر را براي رسيدن به محيط هاي مناسب براي بقا نوزادان خود، طي مي كنند. در طول اين مهاجرت ها ماهي تغييرات محيطي مختلفي از قيبل شوري، پارامترهاي شيميايي آب ، دما ، عمق آب و مواد مختلف موجود در محيط ها متفاوت را تجربه مي كند. مجموعه اين تغييرات باعث تنظيم عملكرد غدد درون ريز و رسيدگي نهايي اووسيت ، تخمك گذاري و تخم ريزي در اين ماهيها مي گردد. در غياب چنين محرك هاي طبيعي، ماهيهاي پرورشي در مرحله ي زرده سازي باقي مانده و به دنبال آن ائوسيت ها از بين رفته و جذب بدن مي گردند. در گونه هاي اب شيرين قرار دادن ماهي در مكان هايي كه محرك هاي طبيعي وجود دارد باعث تخم ريزي شده است. بهرحال، برقراري چنين شرايط پيچيده ي محيطي در مراكز تكثير براي بسياري از گونه ها امكان پذير نيست.

اولين تجربه ي موفق دخالت در سيستم غدد درون ريز ماهي، تزريق عصاره ي هيپوفيز ماهي رسيده، به مولدين پرورشي بود. به دنبال اين آزمايش پيشنهاد شد كه غده ي هيپوفيز مولدين تحت شرايط پرورشي داراي هورمون مورد نياز براي تحريك تخم ريزي مي باشد. سؤال اينجاست كه با وجود هورمون موجود در هيپوفيز چرا ماهي مولد قادر به تخم ريزي نيست؟ مطالعه هاي بيشتر نشان داد كه ماهيهايي كه در شرايط پرورشي تخمك گذاري نمي كنند، هورمون هاي تحريك كننده ي رسيدگي نهايي ائوسيت و تخمك گذاري –يعني GtH IIيا  LH – در هيپوفيز توليد و ذخيره مي گردد ولي به داخل خون آزاد نمي گردد. به دنبال آن، هورمون LH به اندام هدف كه تخمدان ها مي باشند    نمي رسد تا رسيدگي نهايي ائوسيت اتفاق بيافتد. در آزمايش هاي مختلف مشاهده شده كه در ماهيان مولد، در محيط طبيعي، طغيان LH پلاسما باعث اتمام مراحل رسيدگي جنسي مي گردد اما در مولدين پرورشي سطح  LH پلاسما پايين و بدون تغيير باقي مي ماند و اين امر باعث ازبين رفتن تخمك هاي داراي زرده مي شود. اين در شرايطي است كه سطح LH و mRNA ، در هيپوفيز ماهي پرورشي و ماهي وحشي تفاوتي ديده نمي شود Mylonas, C.C., Zohar, Y.,2001)). خلاصه ي مطالب بيان شده اينست كه انجام نشدن رسيدگي نهايي ائوسيت، تخمك گذاري و تخم ريزي در بسياري از ماهيهاي پرورشي به خاطر آزاد نشدن LH از هيپوفيز به داخل خون مي باشد. اين نتيجه، با بكار بردن هورمون آزاد كننده ي گنادوتروپين(GnRH ) براي تحريك آزاد سازي LH  از هيپوفيز مورد تاييد قرار گرفته است.

منابع

1-   ابراهيم زاده، سيد مرتضي، كنترل توليدمثل در ماهيان استخواني از طريق هورمون آزاد كننده ي گنادوتروپين GnRH، سايت اطلاع رساني شيلات ايران(www.shilat.com)، 1386

2- ابراهيم زاده، سيد مرتضي، كنترل هورموني رشد و رسيدگي نهايي تخمك در ماهيان استخواني عالي، سايت آفتاب (www.aftab.ir)، 1387

3-Billard, R., 1986. Spermatogenesis and spermatology of some teleost fish species. Reprod. Nutr. Dev. 26,877–920.

4-Billard, R., 1989. Endocrinology and fish culture. Fish Physiol. Biochem. 7, 49–58.

5-Fontaine, M., 1975. Physiological mechanisms in the migration of marine and amphihaline fish. Adv. Mar.

Biol. 13, 241–355.

6-Gordin, H., Zohar, Y., 1978. Induced spawning of Sparus aurataŽL.. by means of hormone treatments. Ann.Biol. Anim. Biochim. Biophys. 18, 985–990.

7-Mylonas, C.C., Zohar, Y.,2001. Endocrine manipulations of spawning in culturedfish: from hormones to genes. Aquaculture 197 .pp.99–136

8-Zohar, Y., 1988. Gonadotropin releasing hormone in spawning induction in teleosts: basic and appliedconsiderations. In: Zohar, Y., Breton, B. Eds.., Reproduction in Fish: Basic and Applied Aspects in Endocrinology and Genetics. INRA Press, Paris, pp. 47–62.

9-Zohar, Y., 1989. Fish reproduction: its physiology and artificialmanipulation. In: Shilo, M., Sarig, S. Eds..,Fish Culture in Warm Water Systems: Problems and Trends. CRC Press, Boca Raton, pp. 65–119.